蛋白质混合物分离后需要采用灵敏的检测方法来进行蛋白图谱的比较。根据蛋白质和介质化学活性的不同以及蛋白质与背景的差异，有许多不同的检测方法。在选择合适的染色方法时需考虑的关键因素有灵敏度、线性范围、稳定性和重复性。此外，还需考虑与其后的鉴定相匹配。常用的检测方法主要有以下三类:放射性标记、有机染料和荧光核。此外，还有电泳后采用过渡金属或重金属离子染色方法。

大规模蛋白质研究实验常采用电泳后荧光检测的方法。常用的荧光标记需对游离的氨基、羧基或巯基进行共价修饰。检测灵敏度与蛋白质及荧光素均有关。荧光标记可导致蛋白质的不正常漂移，降低蛋白质的溶解性。花青苷通过氨基乙酰化连接于蛋白分子上，蛋白质上正电荷的损失由花青苷探针上所带等量氨基离子补偿。非共价连接的蛋白质荧光染色有SYPRO Red、SYPRO Orange、Nile Red等荧光染料，通常这些染料在水中是无荧光的，但在非极性介质中呈现较强的荧光特性，如在表面活性剂介质中呈现强烈的荧光。凝胶内表面活性剂SDS与蛋白结合部位形成非极性环境从而使染料呈现较强的荧光，易于检测。染色后的蛋白质适用于转印、免疫检测、Edman测序或MS测定。

放射性标记可以提供最好的灵敏度，但组织样品制备的步骤、检测所需时间及其安全性限制了其应用。

利用染料对蛋白比对丙烯酰胺凝胶有更高的亲和力，通常采用凝胶在染料溶液中饱和染色再脱色的办法。许多染料可具有这种特性，但常用Coomassie Blue dyes，如Brilliant Blue G和Brilliant Blue R，检测灵敏度约为100ng蛋白。

与蛋白质结合的盐比凝胶中游离盐的化学活性较低，因而结合于这些盐键的蛋白质沉淀比凝胶背景中的慢得多，其动态的差异可用来设计负染，蛋白质保持透明状态而背景由于盐的沉淀而不透明。其限制因素是蛋白质对这些离子亲和力，亲和力越高越普遍，染色效果越好。常用二价重金属离子（Cu ²⁺、Zn ²⁺），与SDS形成沉淀，染色及脱色速度均较快。银染是最复杂的蛋白质检测方法，其原理是利用蛋白质对Ag ⁺的亲和性，灵敏度最高，可检测1ng蛋白。

蛋白经凝胶分离后需要回收进行后续的质谱鉴定。蛋白质的双向电泳分离仅仅完成了将复杂混合物中各种蛋白质成分分离并展示在聚丙烯酰胺凝胶基质上，蛋白质仍分布在凝胶中，将蛋白质成分与凝胶分离才是对蛋白质进行结构与功能研究的关键技术。常用方法有直接提取、电洗脱、电印迹至膜上和凝胶内降解后提取四种方法。国内外各实验室根据自己的经验多采用不同的方法，但是存在技术欠缺、重复性较差、回收率较低等现象。

直接提取方法可以从凝胶上回收完整的蛋白质成分。但由于电泳后经染色脱色等不同步骤对凝胶处理后，使蛋白质难以和凝胶介质分离。常用的方法是将凝胶洗涤后切碎或匀浆，再以酸性乙腈或以基质辅助激光解析离子化-飞行时间质谱（matrix-assisted laser desorption/ ionization time of flight mass spectrometry，MALDI-TOF）基质饱和的提取液提取。据不同研究者报道提取率差异较大。如大于25pmol上样量时，蛋白质可被直接提取到含甲酸-水-异丙醇的溶液中。而样品＜25pmol时，直接提取的方法经MS测定证明其效率较低，主要是由于样品损失的原因。

电洗脱方法是利用带负电的生物大分子向阳极移动，在阳极用透析膜收集样品，从而将蛋白质分子从凝胶上洗脱出来。已有商品化的电洗脱装置如GE200Six PACTM（Hoefer，USA）和422Electro-Eluter（Bio-Rad，USA）。洗脱后样品体积在几百微升范围，洗脱时间视样品量而定。其缺点是由于膜等材料的吸附导致回收率较低，并且样品含盐、缓冲液和SDS等杂质，需进一步纯化。

电印迹的原理为利用较低的电压和较大的直流电流，将蛋白质电泳转移到特定的膜上。实验证明聚偏二氟乙烯（polyvinylidene fluoride，PVDF）膜对蛋白质亲和力较高，常用于N-和C-末端序列分析、氨基酸分析、蛋白质印迹法（Western blotting）和MALDI-MS测定。据报道电印迹效率较高，转移率可达75%～85%。

凝胶内降解是蛋白质组学研究中最常用的方法。由于大分子蛋白与凝胶介质的亲和力较高，利用不同的内切酶将蛋白质在凝胶内降解为小肽，从而增加蛋白质与介质的分离能力，提高回收率。酶解后的多肽碎片可快速以相应的试剂从凝胶中提取分离，并且可用于相应的质谱肽图分析，获得蛋白质序列结构信息。